Оптимизация методики подготовки антоциансодержащих экстрактов растительных образцов для количественного определения содержания пероксида водорода хемилюминесцентным методом

Capa

Citar

Texto integral

Acesso aberto Acesso aberto
Acesso é fechado Acesso está concedido
Acesso é fechado Somente assinantes

Resumo

В работе представлены результаты оптимизации процедуры подготовки проб экстрактов растительных образцов с высоким содержанием антоцианов для проведения количественного определения пероксида водорода хемилюминесцентным методом. Антоцианы относятся к фенольным соединениям, которые обладают высокой химической активностью и способны вступать в реакции с АФК, в том числе Н2О2. На примере листьев растений Laсtuca sativa L. и Ajuga reptans L. с высоким содержанием антоцианов установлено, что для удаления фенольных соединений из экстрактов листьев необходима их предварительная обработка поливинилполипирролидоном (ПВПП) в количестве не менее 7.5% от объема экстракта. Оценен оптимальный временной диапазон экспозиции растительных экстрактов с ПВПП. Удаление фенольных соединений из анализируемых растворов позволяет минимизировать влияние антоцианов на разложение Н2О2, что повышает репрезентативность данных о содержании Н2О2 в растительных образцах.

Texto integral

Acesso é fechado

Sobre autores

Е. Силина

Коми научный центр Уральского отделения Российской академии наук

Autor responsável pela correspondência
Email: silina@ib.komisc.ru

Институт биологии

Rússia, Сыктывкар

Р. Малышев

Коми научный центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: silina@ib.komisc.ru

Институт биологии

Rússia, Сыктывкар

И. Захожий

Коми научный центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: silina@ib.komisc.ru

Институт биологии

Rússia, Сыктывкар

Bibliografia

  1. Asada K. Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts and their functions // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 391–396. https://doi.org/10.1104/pp.106.082040
  2. Moller I.M. Plant mitochondria and oxidative stress: electron transport, NADPH turnover, and metabolism of reactive oxygen species // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. V. 52. P. 561–591. https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.52.1.561
  3. Smirnoff N., Arnaud D. Hydrogen peroxide metabolism and functions in plants // New Phytol. 2019. V. 221. P. 1197–1214. https://doi.org/10.1111/nph.15488
  4. Neill S., Desikan R., Hancock J. Hydrogen peroxide signalling // Curr. Opin. Plant Biol. 2002. V. 5. P. 388–395. https://doi.org/10.1016/S1369-5266(02)00282-0
  5. Dat J.F., Pellinen R., Beeckman T., Van De Cotte B., Langebartels C., Kangasjarvi J., Inze D., Van Breusegem F. Changes in hydrogen peroxide homeostasis trigger an active cell death process in tobacco // Plant J. 2003. V. 33. P. 621–632. https://doi.org/10.1046/j.1365-313X.2003.01655.x
  6. Mhamdi A., Van Breusegem F. Reactive oxygen species in plant development // Development. 2018. V. 145. Art. dev164376. https://doi.org/10.1242/dev.164376
  7. Foyer C.H., Noctor G. Oxygen processing in photosynthesis: regulation and signalling // New Phytol. 2008. V. 146. P. 359–388. https://doi.org/10.1046/j.1469-8137.2000.00667.x
  8. Sharova E., Smolikova G., Medvedev S. Determining hydrogen peroxide content in plant tissue extracts // Russ. J. Plant Physiol. 2024. V. 70. P. 216. https://doi.org/10.1134/S1021443724603744
  9. Warm E., Laties G.G. Quantification of hydrogen peroxide in plant extracts by the chemiluminescence reaction with luminol // Phytochemistry. 1982. V. 21. P. 827–831.
  10. Queval G., Hager J., Gakiere B., Noctor G. Why are literature data for H2O2 contents so variable? A discussion of potential difficulties in the quantitative assay of leaf extracts // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 135–146. https://doi.org/10.1093/jxb/erm193
  11. Perez F., Rubio Vargas S. An improved chemiluminescence method for hydrogen peroxide determination in plant tissues // Plant Growth Regul. 2006. V. 48. P. 89–95. https://doi.org/10.1007/s10725-005-5089-y
  12. Любимов В.Ю., Застрижная О.М. Роль пероксида водорода в фотодыхании С4 -растений // Физиология растений. 1992. Т. 39. С. 701–710.
  13. Veljovic-Jovanovic S., Noctor G., Foyer C.H. Are leaf hydrogen peroxide concentrations commonly overestimated? The potential influence of artefactual interference by tissue phenolics and ascorbate // Plant Physiol. Biochem. 2002. V. 40. P. 501–507. https://doi.org/10.1016/S0981-9428(02)01417-1
  14. Rice-Evans C., Miller N., Paganga G. Antioxidant properties of phenolic compounds // Trends Plant Sci. 1997. V. 2. P. 152–159. https://doi.org/10.1016/S1360-1385(97)01018-2
  15. Bi X., Zhang J., Chen C., Zhang D., Li P., Ma F. Anthocyanin contributes more to hydrogen peroxide scavenging than other phenolics in apple peel // Food Chem. 2014. V. 152. P. 205–209. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.11.088
  16. Mattioli R., Francioso A., Mosca L., Silva P. Anthocyanins: a comprehensive review of their chemical properties and health effects on cardiovascular and neurodegenerative diseases // Molecules. 2020. V. 25. Art. 3809. https://doi.org/10.3390/molecules25173809
  17. Lee J., Durst R.W., Wrolstad R.E. Determination of total monomeric anthocyanin pigment content of fruit juices, beverages, natural colorants, and wines by the pH differential method: collaborative study // J. AOAC Int. 2005. V. 88. P. 1269–1278. https://doi.org/10.1093/jaoac/88.5.1269
  18. Malyshev R.V., Silina E.V. Luminometer: principle of operation, device, and recommendations for assembly // Instrum. Exp. Tech. 2023. V. 66. P. 476–482. https://doi.org/10.1134/S0020441223020203
  19. Ranatunge I., Adikary S., Dasanayake P., Fernando C.D., Soysa P. Development of a rapid and simple method to remove polyphenols from plant extracts // Int. J. Anal. Chem. 2017. V. 2017. Art. 7230145. https://doi.org/10.1155/2017/7230145
  20. Vetoshkina D.V., Pozdnyakova-Filatova I.Y., Zhurikova E.M., Frolova A.A., Naydov I.A., Ivanov B.N., Borisova-Mubarakshina M.M. The increase in adaptive capacity to high illumination of barley plants colonized by rhizobacteria. P. putida BS3701 // Appl. Biochem. Microbiol. 2019. V. 55. P. 173–181. https://doi.org/10.1134/S0003683819020133

Arquivos suplementares

Arquivos suplementares
Ação
1. JATS XML
Baixar
2. Fig. 1. Leaves of Lactuca sativa and Ajuga reptans plants with different anthocyanin content: leaves of L. sativa with anthocyanin (a) and green (b) color; leaves of A. reptans with anthocyanin (c) and green (d) color.

Baixar (107KB)
Metadados
3. Fig. 2. Effect of plant sample extracts on the intensity of chemiluminescence during the interaction of luminol with a solution of H2O2 in the presence of Co2+ ions. Detector signal intensity upon introduction of: 1 — blank sample (distilled water); 2 — extract from green leaves of L. sativa; 3 — extract from red-colored leaves of L. sativa.

Baixar (68KB)
Metadados
4. Fig. 3. Dependence of chemiluminescence intensity (peak area) on the amount of PVPP added to the extract (w/v): 1 — L. sativa (red leaf), 2 — L. sativa (green leaf), 3 — A. reptans (red leaf), 4 — A. reptans (green leaf). The arithmetic mean values ​​and their standard errors are presented. Different Latin letters indicate statistically significant differences in the studied parameter (ANOVA, Duncan's criterion, n = 6–8, P ≤ 0.05).

Baixar (80KB)
Metadados

Declaração de direitos autorais © Russian Academy of Sciences, 2025