Организация банка биоматериалов и ДНК для популяционно-генетических исследований животных

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Биобанки играют важную роль в популяционно-генетических исследованиях животных, так как представляют собой ценный ресурс для сохранения генетического разнообразия ex situ и исследований в области эволюции, зоологии, экологии и генетики. Одной из основных задач биобанков является сохранение образцов генетического материала различных видов животных, что позволяет сохранить информацию о генетическом разнообразии и поддерживать популяции in situ. Это особенно актуально для редких и уязвимых видов, пород животных и сортов растений, у которых генетическое разнообразие может снижаться из-за сокращения численности популяций. Биобанки позволяют обмениваться образцами и данными, что играет важную роль в изучении эволюции и происхождения различных видов, помогая ученым исследовать процессы дивергенции и адаптации. Они также служат источником для работ при изучении генетических заболеваний, поведенческих особенностей, взаимодействия видов в экосистемах. Биобанк является базой для проведения различных видов генетических исследований, таких как секвенирование геномов, исследование филогенеза, анализа изменчивости ДНК и функциональной геномики, что в свою очередь предоставляет возможность для разработки новых методов детекции генетических заболеваний, геномной селекции, а также для сохранения и восстановления популяций животных. Таким образом, биобанкирование играет важную роль в популяционно-генетических исследованиях животных, предоставляя ученым доступ к широкому спектру генетической информации, необходимой для понимания и сохранения биоразнообразия нашей планеты. Вопрос экологичного и эффективного хранения биоматериала как никогда актуален. В данном обзоре мы рассматриваем различные подходы к организации банка биоматериалов и ДНК в сфере популяционно-генетических исследований животных, особенности их сбора, транспортировки, процессинга и хранения.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

В. Н. Воронкова

Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: valery.voronkova@gmail.com
Россия, Москва

А. К. Пискунов

Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова Российской академии наук

Email: valery.voronkova@gmail.com
Россия, Москва

Э. А. Солошенкова

Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова Российской академии наук

Email: valery.voronkova@gmail.com
Россия, Москва

Ж. В. Самсонова

Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова Российской академии наук; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: valery.voronkova@gmail.com
Россия, Москва; Москва

Ю. А. Столповский

Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова Российской академии наук

Email: valery.voronkova@gmail.com
Россия, Москва

Список литературы

  1. Абдельманова А.С., Форнара М.С., Бардуков Н.В. и др. Полногеномное исследование ассоциаций SNP с высотой в холке в популяциях локальных и трансграничных пород крупного рогатого скота в России // Сельскохоз. биол. 2021. Т. 56 (6). С. 1111–1122. https://doi.org/10.15389/agrobiology.2021.6.1111rus
  2. Андреева Т.В., Малярчук А.Б., Сошкина А.Д. и др. Методологии выделения древней ДНК из костной ткани для геномного анализа: подходы и практические рекомендации // Генетика. 2022. Т. 58 (9). С. 979–998. https://doi.org/10.31857/S001667582209003X [Andreeva T.V., Malyarchuk A.B., Soshkina A.D. et al. Methodologies for ancient DNA extraction from bones for genomic analysis: approaches and guidelines // Russ. J. Genet. 2022. Т. 58 (9). С. 1017–1035.]
  3. Антонова О.С., Корнева Н.А., Белов Ю.В., Курочкин В.Е. Эффективные методы выделения нуклеиновых кислот для проведения анализов в молекулярной биологии (обзор) // Науч. приборостроение. 2010. Т. 20 (1). С. 3–9.
  4. Бекетов С.В., Семина М.Т., Мокеев А.С. и др. Перспективы применения технологии “генетического биркования” в животноводстве // Главн. зоотехник. 2024. № 5. С. 3–15. https://doi.org/10.33920/sel-03-2405-01
  5. Григоренко А.П., Боринская С.А., Янковский Н.К., Рогаев Е.И. Достижения и особенности в работе с древней ДНК и ДНК из сложных криминалистических образцов // Acta Naturae (русскоязычная версия). 2009. № 3. С. 64–76.
  6. Долудин Ю.В., Лимонова А.С., Козлова В.А. и др. Сбор и хранение ДНК-содержащего биоматериала и выделенной ДНК // Кардиоваскул. терапия и профилактика. 2020. Т. 19 (6). С. 2730. https://doi.org/10.15829/1728-8800-2020-2730
  7. Загоровская В. Этикетка. Современные решения // Мясная сфера. 2013. № 6 (97). С. 58–59.
  8. Калинин Р.С., Голева О.В., Илларионов Р.А. и др. Формирование биобанка в структуре научных и лечебно-диагностических учреждений и перспективы межрегиональной интеграции // КВТиП. 2022. № 11. https://doi.org/10.15829/1728-8800-2022-3401
  9. Каменский П.А., Сазонов А.Э., Федянин А.А., Садовничий В.А. Биологические коллекции: стремление к идеалу // Acta Naturae (русскоязычная версия). 2016. № 2 (29).
  10. Лубенникова М.В., Афанасьев В.А., Афанасьев К.А. Выделение ДНК — важный этап молекулярно-генетического исследования // Электрон. науч.-метод. журн. Омского ГАУ. 2020. № 2. С. 4.
  11. Максудов Г.Ю., Иванов А.В., Малев А.В., Гильмутдинов Р.Я. Вспомогательные репродуктивные технологии как инновационный тренд сохранения биоразнообразия // Мат. междунар. науч.-практ. конф. “Биотехнология и качество жизни”. М.: Экспо-биохим-технологии, 2014. С. 407–408.
  12. Малеина М.Н. Правовой статус биобанка (банка биологических материалов человека) // Право. Журн. ВШЭ. 2020. № 1.
  13. Мешков А.Н., Ярцева О.Ю., Борисова А.Л. и др. Концепция национальной информационной платформы биобанков Российской Федерации // Кардиоваскул. терапия и профилактика. 2022. Т. 21 (11). С. 3417. https://doi.org/10.15829/1728-8800-2022-3417
  14. Скирко О.П., Мешков А.Н., Ефимова И.А. и др. Срок хранения образцов цельной крови в биобанке и выход выделенной из нее дезоксирибонуклеиновой кислоты при проведении генетических исследований // Кардиоваскул. терапия и профилактика. 2020. Т. 19 (6). С. 2726. https://doi.org/10.15829/1728-8800-2020-2726
  15. Харзинова В.Р., Акопян Н.А., Доцев А.В. и др. Генетическое разнообразие и филогенетические взаимосвязи пород свиней, разводимых в России, на основе анализа полиморфизма D-петли мтДНК // Генетика. 2022. Т. 58 (8). С. 920–932. https://doi.org/10.31857/S0016675822080045
  16. Adams J., Getz W.M. The economic value of genetic biodiversity in biobanks // Ecol. Econom. 2022. Art. 107358. https://doi.org/10.1016/j.ecolecon.2021.107358
  17. Al-Griw H.H., Zraba Z.A., Al-Muntaser S.K. et al. Effects of storage temperature on the quantity and integrity of genomic DNA extracted from mice tissues: a comparison of recovery methods // Open Vet. J. 2017. V. 7 (3). P. 239–243. https://doi.org/10.4314/ovj.v7i3.7
  18. Ali N., Rampazzo R.C.P., Costa A.D.T., Krieger M.A. Current nucleic acid extraction methods and their implications to point-of-care diagnostics // Biomed. Res. Int. 2017. Art. 9306564. https://doi.org/10.1155/2017/9306564
  19. Arandjelovic M., Guschanski K., Schubert G. et al. Two-step multiplex polymerase chain reaction improves the speed and accuracy of genotyping using DNA from noninvasive and museum samples // Mol. Ecol. Resour. 2009. V. 9 (1). P. 28–36. https://doi.org/10.1111/j.1755-0998.2008.02387.x
  20. Aston E.J., Mayor P., Bowman D.D. et al. Use of filter papers to determine seroprevalence of Toxoplasma gondii among hunted ungulates in remote Peruvian Amazon // Int. J. Parasitol. Parasit. Wildl. 2014. V. 3. P. 15–19. https://doi.org/10.1016/j.ijppaw.2013.12.001
  21. Blackburn H.D. Biobanking genetic material for agricultural animal species // Annu. Rev. Anim. Biosci. 2018. V. 15 (6). P. 69–82. https://doi.org/10.1146/annurev-animal-030117-014603
  22. Blackburn H.D., Lozada-Soto E., Paiva S.R. Biobanking animal genetic resources: critical infrastructure and growth opportunities // Trends Genet. 2024. V. 40. P. 115–117.
  23. Caenazzo L., Tozzo P. The future of biobanking: what is next? // BioTech. 2020. V. 9. P. 23. https://doi.org/10.3390/biotech9040023
  24. Carpentieri D., Colvard A., Petersen J. et al. Mind the quality gap when banking on dry blood spots // Biopreserv. Biobank. 2021. V. 19 (2). P. 136–142. https://doi.org/ 10.1089/bio.2020.0131
  25. Chacon-Cortes D., Griffiths L.R. Methods for extracting genomic DNA from whole blood samples: current perspectives // J. Biorep. Sci. Appl. Med. 2014. P. 1–9. https://doi.org/10.2147/BSAM.S46573
  26. Chaisomchit S., Wichajarn R., Janejai N., Chareonsiriwatana W. Stability of genomic DNA in dried blood spots stored on filter paper // Southeast Asian J. Trop. Med. Publ. Health. 2005. V. 36 (1). P. 270–273.
  27. Chen Y., Li L. Ethical considerations in biobanking and phenotyping animals for research purposes // J. Anim. Sci. Biotechnol. 2021. V. 12. P. 1–11. https://doi.org/10.1186/s40104-021-00630-2
  28. Comizzoli P., Wildt D.E. Cryobanking biomaterials from wild animal species to conserve genes and biodiversity: relevance to human biobanking and biomedical research // Biobanking of Human Biospecimens. Cham: Springer, 2017. P. 217–235. https://doi.org/10.1007/978-3-319-55120-3_13
  29. Curry P.S., Elkin B.T., Campbell M. et al. Filter-paper blood samples for ELISA detection of brucella antibodies in caribou // J. Wildl. Dis. 2011. V. 47. P. 12–20. https://doi.org/10.7589/0090-3558-47.1.12
  30. Dagher G., Dagher A. Automated biobanking: challenges and opportunities // Biopreserv. Biobank. 2018. V. 16 (3). P. 187–195. https://doi.org/10.1089/bio.2017.0067
  31. De Souza Y.G., Greenspan J.S. Biobanking past, present and future: responsibilities and benefits // AIDS. 2013. V. 27 (3). P. 303–312. https://doi.org/10.1097/QAD.0b013e32835c1244
  32. Desloire S., Moro C., Chauve C. and Zenner L. Comparison of four methods of extracting DNA from D. gallinae (Acari: Dermanyssidae) // Vet. Res. 2006. V. 37. P. 725–732. https://doi.org/10.1051/vetres:2006031
  33. Dimsoski P. Genotyping horse epithelial cells from fecal matter by isolation of polymerase chain reaction products // Croat. Med. J. 2017. V. 58 (3). P. 239–249. https://doi.org/ 10.3325/cmj.2017.58.239
  34. FAO. Cryoconservation of animal genetic resources. FAO animal production and health guidelines No. 12. Rome: Food and Agriculture Organization of the UN, 2012.
  35. Fouts A.N., Romero A., Nelson J., Hogan M. et al. Ambient biobanking solutions for whole blood sampling, transportation, and extraction // Biochemical analysis tools — methods for bio-molecules studies // IntechOpen. 2020. https://doi.org/10.5772/intechopen.91995
  36. Fowler K.E., Reitter C.P., Walling G.A., Griffin D.K. Novel approach for deriving genome wide SNP analysis data from archived blood spots // BMC Res. Notes. 2012. V. 5. P. 503. https://doi.org/10.1186/1756-0500-5-503
  37. Gauffin F., Nordgren A., Barbany G. et al. Quantitation of RNA decay in dried blood spots during 20 years of storage // Clin. Chem. Lab. Med. 2009. V. 47 (12). P. 1467–1469. https://doi.org/ 10.1515/CCLM.2009.351
  38. Groeneveld L.F., Gregusson S., Guldbrandtsen B. et al. Domesticated animal biobanking: land of opportunity // PLoS Biol. 2016. V. 14 (7). P. e1002523. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1002523
  39. Gurau M.R., Cretu D.M., Negru E. et al. Comparative analysis of total DNA isolation procedure from blood and hair follicle samples in goats // Rev. Rom. Med. Vet. 2021. V. 31 (4). P. 82–86.
  40. Henderson M.K., Goldring K., Simeon-Dubach D. Advancing professionalization of biobank business operations: performance and utilization // Biopreserv. Biobank. 2019. V. 17 (3). P. 213–218. https://doi.org/10.1089/bio.2019.0005
  41. Hollegaard M.V., Grauholm J., Nielsen R. et al. Archived neonatal dried blood spot samples can be used for accurate whole genome and exome-targeted next-generation sequencing // Mol. Genet. Metab. 2013. V. 110. P. 65–72. https://doi.org/10.1016/j.ymgme.2013.06.004
  42. Irwin N., Wessel L., Blackburn H. The Animal Genetic Resources Information Network (Animal GRIN) database: a database design and implementation case // J. Inform. Syst. Educ. 2012. V. 23. P. 19–27.
  43. Johnson L.A. Ethical challenges in population genetics research // J. Ethics. 2020. V. 24. P. 405–423. https://doi.org/10.1007/s10892-020-09338-3
  44. Kumar A., Mhatre S., Godbole S. et al. Optimization of extraction of genomic DNA from archived dried blood spot (DBS): potential application in epidemiological research & bio banking // Gates Open Res. 2019. V. 2. P. 57. https://doi.org/10.12688/gatesopenres.12855.3
  45. Lall G.K., Darby A.C., Nystedt B. et al. Amplified fragment length polymorphism (AFLP) analysis of closely related wild and captive tsetse fly (Glossina morsitans morsitans) populations // Parasit. Vectors. 2010. V. 3. P. 47. https://doi.org/10.1186/1756-3305-3-47
  46. Lindahl T. Instability and decay of the primary structure of DNA // Nature. 1993. V. 362. P. 709–715.
  47. Linsen L., Van Landuyt K., Ectors N. Automated sample storage in biobanking to enhance translational research: the bumpy road to implementation // Front. Med. 2020. V. 6. P. 309. https://doi.org/10.3389/fmed.2019.00309
  48. Liu Y.F., Gao J.L., Yang Y.F. et al. Novel extraction method of genomic DNA suitable for long-fragment amplification from small amounts of milk // J. Dairy Sci. 2014. V. 97 (11). P. 6804–6809. https://doi.org/10.3168/jds.2014-8066
  49. Lou J.J., Mirsadraei L., Sanchez D.E. et al. A review of room temperature storage of biospecimen tissue and nucleic acids for anatomic pathology laboratories and biorepositories // Clin. Biochem. 2014. V. 47. P. 267–273. https://doi.org/10.1016/j.clinbiochem.2013.12.011
  50. Love Stowell S.M., Bentley E.G., Gagne R.B. et al. Optimal DNA extractions from blood on preservation paper limits conservation genomic but not conservation genetic applications // J. Nat. Conserv. 2018. V. 46. P. 89–96. https://doi.org/10.1016/j.jnc.2018.09.004
  51. Maksudov G.Y., Shishova N.V., Katkov I.I. In the cycle of life: cryopreservation of post-mortem sperm as a valuable source in restoration of rare and endangered species // Endangered species: new research. 1st ed. Ch. 8 / Ed. A.M. Columbus, L.V. Kuznetsov. NOVA Publishers, 2009. P. 189–240.
  52. McClendon-Weary B., Putnick D.L., Robinson S., Yeung E. Little to give, much to gain–what can you do with a dried blood spot? // Curr. Environ. Health Rep. 2020. V. 7 (3). P. 211–221. https://doi.org/10.1007/s40572-020-00289-y
  53. McManus C.M., Hermuche P., Guimarães R.F. et al. Integration of georeferenced and genetic data for the management of biodiversity in sheep genetic resources in Brazil // Trop. Anim. Health Prod. 2021. V. 53. P. 126. https://doi.org/10.1007/s11250-021-02573-x
  54. Miller G., Carmichael A., Favret C., Scheffer S. Room temperature DNA storage with slide-mounted aphid specimens // Insect. Conserv. Div. 2013. V. 6. P. 447–451. https://doi.org/10.1111/j.1752-4598.2012.00207.x
  55. Molteni C.G., Terranova L., Zampiero A. et al. Comparison of manual methods of extracting genomic DNA from dried blood spots collected on different cards: implications for clinical practice // Int. J. Immunopathol. Pharmacol. 2013. V. 3. P. 779–783. https://doi.org/ 10.1177/039463201302600324
  56. Muller R., Betsou F., Barnes M.G. et al. Preservation of biospecimens at ambient temperature: special focus on nucleic acids and opportunities for the biobanking community // Biopreserv. Biobank. 2016. V. 14 (2). P. 89–98. https://doi.org/10.1089/bio.2015.0022
  57. Owens C.B., Szalanski A.L. Filter paper for preservation, storage, and distribution of insect and pathogen DNA samples // J. Med. Entomol. 2005. V. 42. P. 709–711. https://doi.org/10.1093/jmedent/42.4.709
  58. Petrova E. Ethical aspects of biobanking in Russia // Med. Health Care Phil. 2020. V. 23. P. 207–212. https://doi.org/10.1007/s11019-019-09908-3
  59. Powell S., Molinolo A., Masmila E., Kaushal S. Real-time temperature mapping in ultra-low freezers as a standard quality assessment // Biopreserv. Biobank. 2019. V. 17. P. 139–142. https://doi.org/10.1089/bio.2018.0108
  60. Rijal R., Sharma R. Ethical considerations in using genetic data from indigenous animal breeds // J. Agric. Environ. Ethics. 2022. V. 35. P. 1005–1023. https://doi.org/10.1007/s10806-021-09806-4
  61. Sakai T., Ishii A., Segawa T. et al. Establishing conditions for the storage and elution of rabies virus RNA using FTA(®) cards // J. Vet. Med. Sci. 2015. V. 77. P. 461–465. https://doi.org/10.1292/jvms.14-0227
  62. Samsonova J.V., Saushkin N.Y., Osipov A.P. Dried Blood Spots technology for veterinary applications and biological investigations: technical aspects, retrospective analysis, ongoing status and future perspectives // Vet. Res. Comm. 2022 V. 46 (3). P. 655–698. https://doi.org/ 10.1007/s11259-022-09957-w
  63. Schiebelhut L.M., Abboud S.S., Gómez Daglio L.E. A comparison of DNA extraction methods for high-throughput DNA analyses // Mol. Ecol. Resour. 2017. V. 17. P. 721–729. https://doi.org/ 10.1111/1755-0998.12620
  64. Silva E.C., Pelinca M.A., Acosta A.C. et al. Comparative study of DNA extraction methodologies from goat sperm and its effects on polymerase chain reaction analysis // Genet. Mol. Res. 2014. V. 13 (3). P. 6070–6078. https://doi.org/10.4238/2014.August.7.21
  65. Sintasath D.M., Wolfe N.D., LeBreton M. et al. Simian T-lymphotropic virus diversity among nonhuman primates, Cameroon // Emerg. Infect. Dis. 2009. V. 15. P. 175–184. https://doi.org/10.3201/eid1502.080584
  66. Sjöholm M.I., Dillner J., Carlson J. Assessing quality and functionality of DNA from fresh and archival dried blood spots and recommendations for quality control guidelines // Clin. Chem. 2007. V. 53 (8). P. 1401–1407. https://doi.org/10.1373/clinchem.2007.087510
  67. Smith J.D., Johnson M. Ethical considerations in biobanking // J. Bioeth. Inquiry. 2021. V. 18. P. 181–190. https://doi.org/10.1007/s11673-021-10045-6
  68. Smith L., Burgoyne L. Collecting, archiving and processing DNA from wildlife samples using FTA® databasing paper // BMC Ecol. 2004. V. 4. Art. 4. https://doi.org/10.1186/1472-6785-4-4
  69. Spasskaya N.N., Voronkova V.N., Letarov A.V. et al. Features of reproduction in an isolated island population of the feral horses of the Lake Manych-Gudilo (Rostov region, Russia) // Appl. Anim. Behav. Sci. 2022. V. 254. Art. 105712. https://doi.org/10.1016/j.applanim.2022.105712
  70. Steinberg K., Beck J., Nickerson D. et al. DNA banking for epidemiologic studies: a review of current practices // Epidemiology. 2002. V. 13 (3). P. 246–254.
  71. Tani H., Tada Y., Sasai K., Baba E. Improvement of DNA extraction method for dried blood spots and comparison of four PCR methods for detection of Babesia gibsoni (Asian genotype) infection in canine blood samples // J. Vet. Med. Sci. 2008. V. 70. P. 461–467. https://doi.org/10.1292/jvms.70.461
  72. Venkatesh P., Gopal D. Rapid DNA extraction from dried milk spots: application in non-invasive detection of the A1/A2 variants of beta casein in cow // PNAS India Sect. B Biol. Sci. 2018. V. 88. P. 525–529. https://doi.org/10.1007/s40011-016-0781-4
  73. Wu H., de Gannes M.K., Luchetti G., Pilsner J.R. Rapid method for the isolation of mammalian sperm DNA // Biotechniques. 2015. V. 58 (6). P. 293–300. https://doi.org/10.2144/000114280
  74. Yu C., Zimmerman C., Stone R. et al. Using improved technology for filter paper-based blood collection to survey wild Sika deer for antibodies to hepatitis E virus // J. Virol. Meth. 2007. V. 142. P. 143–150. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2007.01.016

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Таблица 3. Эффективность методов выделения по четырем критериям (где наибольший балл означает наилучшую эффективность)

Скачать (125KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024