СОВРЕМЕННЫЕ ЛАБОРАТОРНЫЕ ТЕСТ-СИСТЕМЫ КАК ПЛАТФОРМЫ ДЛЯ ВАЛИДАЦИИ КЛИНИЧЕСКИ ПЕРСПЕКТИВНЫХ Т-КЛЕТОЧНЫХ РЕЦЕПТОРОВ

Обложка
  • Авторы: Мунгалов Р.В1,2,3, Ванд Н.С2, Чудаков Д.М1,2,4, Брюшкова Е.А1,2,5
  • Учреждения:
    1. ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
    2. Институт трансляционной медицины, Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова
    3. Национальный исследовательский университет "Высшая школа экономики"
    4. Центр молекулярной и клеточной биологии
    5. Московский государственный университет им. Ломоносова
  • Выпуск: Том 51, № 5 (2025)
  • Страницы: 731-742
  • Раздел: ОБЗОРНЫЕ СТАТЬИ
  • URL: https://ruspoj.com/0132-3423/article/view/695703
  • DOI: https://doi.org/10.31857/S0132342325050017
  • ID: 695703

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Разработка терапевтических антиген-специфических Т-клеточных рецепторов (TCR) требует комплексной доклинической оценки их функциональной активности. Один из подходов при разработке новых препаратов для клеточной терапии на базе антиген-специфических Т-лимфоцитов заключается в модификации аутологичных Т-лимфоцитов эндогенными Т-клеточными рецепторами. В настоящей работе рассмотрены современные лабораторные платформы, применяемые для оценки ключевых характеристик TCR: формирования иммунологического синапса, специфичности связывания с антигеном и аффинности, активации сигнальных путей, продукции цитокинов и цитотоксического потенциала. Особое внимание уделено созданию модельных линий Т-клеток, экспрессирующих трансгенные TCR, оптимизации HLA-контекста клеток-мишеней и применению мультипараметрических технологий для анализа иммунного ответа. Обсуждаются перспективы использования 3D-органоидных моделей для оценки функциональной активности трансгенных TCR в условиях, приближенных к физиологическим, а также прогнозирования их клинической эффективности. Представленные подходы формируют основу для рационального отбора рецепторов-кандидатов в целях их последующего применения для иммунотерапии опухолей и лечения хронических инфекций.

Об авторах

Р. В Мунгалов

ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН; Институт трансляционной медицины, Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова; Национальный исследовательский университет "Высшая школа экономики"

Email: mungalov.roman@yandex.ru
факультет биологии и биотехнологии Москва, Россия; Москва, Россия; Москва, Россия

Н. С Ванд

Институт трансляционной медицины, Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова

Москва, Россия

Д. М Чудаков

ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН; Институт трансляционной медицины, Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова; Центр молекулярной и клеточной биологии

Москва, Россия; Москва, Россия; Москва, Россия

Е. А Брюшкова

ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН; Институт трансляционной медицины, Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова; Московский государственный университет им. Ломоносова

кафедра молекулярной биологии Москва, Россия; Москва, Россия; Москва, Россия

Список литературы

  1. Bartelt R.R., Cruz-Orcutt N., Collins M., Houtman J.C.D. // PLoS One. 2009. V. 4. P. e5430. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0005430
  2. Clauss J., Obenaus M., Miskey C., Ivics Z., Izsvák Z., Uckert W., Bunse M. // Hum. Gene Ther. 2018. V. 29. P. 569–584. https://doi.org/10.1089/hum.2017.136
  3. Rubinstein M.P., Kadima A.N., Salem M.L., Nguyen C.L., Gillanders W.E., Nishimura M.I., Cole D.J. // J. Immunol. 2003. V. 170. P. 1209–1217. https://doi.org/10.4049/jimmunol.170.3.1209
  4. Heemskerk M.H.M., Hagedoorn R.S., Van Der Hoorn M.A.W.G., Van Der Veken L.T., Hoogeboom M., Kester M.G.D., Willemze R., Falkenburg J.H.F. // Blood. 2007. V. 109. P. 235–243. https://doi.org/10.1182/blood-2006-03-013318
  5. Minami Y., Weissman A.M., Samelson L.E., Klausner R.D. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. P. 2688–2692. https://doi.org/10.1073/pnas.84.9.2688
  6. Ahmadi M., King J.W., Xue S.A., Voisine C., Holler A., Wright G.P., Waxman J., Morris E., Stauss H.J. // Blood. 2011. V. 118. P. 3528–3537. https://doi.org/10.1182/blood-2011-04-346338
  7. Bendle G.M., Linnemann C., Hooijkaas A.I., Bies L., De Witte M.A., Jorritsma A., Kaiser A.D.M., Pouw N., Debets R., Kieback E., Uckert W., Song J.Y., Haanen J.B.A.G., Schumacher T.N.M. // Nat. Med. 2010. V. 16. P. 565–570. https://doi.org/10.1038/nm.2128
  8. Van Loenen M.M., De Boer R., Amir A.L., Hagedoorn R.S., Volbeda G.L., Willemze R., Van Rood J.J., Falkenburg J.H.F., Heemskerk M.H.M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. P. 10972–10977. https://doi.org/10.1073/pnas.1005802107
  9. Rosenberg S.A. // Mol. Ther. 2010. V. 18. P. 1744– 1745. https://doi.org/10.1038/mt.2010.195
  10. Cohen C.J., Zhao Y., Zheng Z., Rosenberg S.A., Morgan R.A. // Cancer Res. 2006. V. 66. P. 8878– 8886. https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-06-1450
  11. Aggen D.H., Chervin A.S., Schmitt T.M., Engels B., Stone J.D., Richman S.A., Piepenbrink K.H., Baker B.M., Greenberg P.D., Schreiber H., Kranz D.M. // Gene Ther. 2012. V. 19. P. 365–374. https://doi.org/10.1038/gt.2011.104
  12. Wei F., Cheng X., Xue J.Z., Xue S. // Front. Immunol. 2022. V. 13. P. 1–18. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.850358
  13. Bethune M.T., Gee M.H., Bunse M., Lee M.S., Gschweng E.H., Pagadala M.S., Zhou J., Cheng D., Heath J.R., Kohn D.B., Kuhns M.S., Uckert W., Baltimore D. // Elife. 2016. V. 5. P. 1–24. https://doi.org/10.7554/eLife.19095
  14. Stadtmauer E.A., Fraietta J.A., Davis M.M., Cohen A.D., Weber K.L., Lancaster E., Mangan P.A., Kulikovskaya I., Gupta M., Chen F., Tian L., Gonzalez V.E., Xu J., Jung I.Y., Melenhorst J.J., Plesa G., Shea J., Matlawski T., Cervini A., June C.H. // Science. 2020. V. 367. P. 1–20. https://doi.org/10.1126/science.aba7365
  15. Okada S., Muraoka D., Yasui K., Tawara I., Kawamura A., Okamoto S., Mineno J., Seo N., Shiku H., Eguchi S., Ikeda H. // Cancer Sci. 2023. V. 114. P. 4172–4183. https://doi.org/10.1111/cas.15954
  16. Birnbaum M.E., Berry R., Hsiao Y.S., Chen Z., Shingu-Vazquez M.A., Yu X., Waghray D., Fischer S., McCluskey J., Rossjohn J., Walz T., Garcia K.C. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014. V. 111. P. 17576–17581. https://doi.org/10.1073/pnas.1420936111
  17. Li Y., Yin Y., Mariuzza R.A. // Front. Immunol. 2013. V. 4. P. 1–11. https://doi.org/10.3389/fimmu.2013.00206
  18. Schumacher T.N., Schreiber R.D. // Science. 2015. V. 348. P. 69–74. https://doi.org/10.1126/science.aaa4971
  19. Altman J.D., Moss P.A.H., Goulder P.J.R., Barouch D.H., McHeyzer-Williams M.G., Bell J.I., McMichael A.J., Davis M.M. // Science. 1996. V. 274. P. 94–96. https://doi.org/10.1126/science.274.5284.94
  20. Dolton G., Zervoudi E., Rius C., Wall A., Thomas H.L., Fuller A., Yeo L., Legut M., Wheeler S., Attaf M., Chudakov D.M., Choy E., Peakman M., Sewell A.K. // Front. Immunol. 2018. V. 9. P. 1–18. https://doi.org/10.3389/fimmu.2018.01378
  21. Zhang S.Q., Ma K.Y., Schonnesen A.A., Zhang M., He C., Sun E., Williams C.M., Jia W., Jiang N. // Nat. Biotechnol. 2018. V. 36. P. 1156–1159. https://doi.org/10.1038/nbt.4282
  22. Pétremand R., Chiffelle J., Bobisse S., Perez M.A.S., Schmidt J., Arnaud M., Barras D., Lozano-Rabella M., Genolet R., Sauvage C., Saugy D., Michel A., Huguenin-Bergenat A.L., Capt C., Moore J.S., De Vito C., Labidi-Galy S.I., Kandalaft L.E., Dangaj Laniti D., Harari A. // Nat. Biotechnol. 2024. V. 43. https://doi.org/10.1038/s41587-024-02232-0
  23. Povlsen H.R., Bentzen A.K., Kadivar M., Jessen L.E., Hadrup S.R., Nielsen M. // Elife. 2023. V. 12. P. 1–25. https://doi.org/10.7554/eLife.81810
  24. Zhang W., Hawkins P.G., He J., Gupta N.T., Liu J., Choonoo G., Jeong S.W., Chen C.R., Dhanik A., Dillon M., Deering R., Macdonald L.E., Thurston G., Atwal G.S. // Sci. Adv. 2021. V. 7. P. 1–12. https://www.science.org/
  25. Jahan F., Koski J., Schenkwein D., Ylä-Herttuala S., Göös H., Huuskonen S., Varjosalo M., Maliniemi P., Leitner J., Steinberger P., Bühring H.-J., Vettenranta K., Korhonen M. // Front. Mol. Med. 2023. V. 3. P. 1070384. https://doi.org/10.3389/fmmed.2023.1070384
  26. Rosskopf S., Leitner J., Paster W., Morton L.T., Hagedoorn R.S., Steinberger P., Heemskerk M.H.M. // Oncotarget. 2018. V. 9. P. 17608–17619. https://doi.org/10.18632/oncotarget.24807
  27. Jutz S., Leitner J., Schmetterer K., Doel-Perez I., Majdic O., Grabmeier-Pfistershammer K., Paster W., Huppa J.B., Steinberger P.// J. Immunol. Methods. 2016. V. 430. P. 10–20. https://doi.org/10.1016/j.jim.2016.01.007
  28. Janetzki S., Rueger M., Dillenbeck T. // Cells. 2014. V. 3. P. 1102–1115. https://doi.org/10.3390/cells3041102
  29. Ghahri-Saremi N., Akbari B., Soltantoyeh T., Hadjati J., Ghassemi S., Mirzaei H.R. // Front. Immunol. 2021. V. 12. P. 738456. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.738456
  30. Kiesgen S., Messinger J.C., Chintala N.K., Tano Z., Adusumilli P.S. // Nat. Protoc. 2021. V. 16. P. 1331– 1342. https://doi.org/10.1038/s41596-020-00467-0
  31. Park L.M., Lannigan J., Jaimes M.C. // Cytom. Part A. 2020. V. 97. P. 1044–1051. https://doi.org/10.1002/cyto.a.24213
  32. Sudworth A., Dai K.Z., Vaage J.T., Kveberg L. // Front. Immunol. 2016. V. 7. P. 572. https://doi.org/10.3389/fimmu.2016.00572
  33. Bossi G., Gerry A.B., Paston S.J., Sutton D.H., Hassan N.J., Jakobsen B.K. // Oncoimmunology. 2013. V. 2. P. e26840. https://doi.org/10.4161/onci.26840
  34. Xing F., Liu Y.C., Huang S., Lyu X., Su S.M., Chan U.I., Wu P.C., Yan Y., Ai N., Li J., Zhao M., Rajendran B.K., Liu J., Shao F., Sun H., Choi T.K., Zhu W., Luo G., Liu S., Deng C.X. // Theranostics. 2021. V. 11. P. 9415–9430. https://doi.org/10.7150/THNO.59533
  35. Maecker H.T., McCoy J.P., Nussenblatt R. // Nat. Rev. Immunol. 2012. V. 12. P. 191–200. https://doi.org/10.1038/nri3158
  36. Simoni Y., Becht E., Fehlings M., Loh C.Y., Koo S.L., Teng K.W.W., Yeong J.P.S., Nahar R., Zhang T., Kared H., Duan K., Ang N., Poidinger M., Lee Y.Y., Larbi A., Khng A.J., Tan E., Fu C., Mathew R., Newell E.W. // Nature. 2018. V. 557. P. 575–579. https://doi.org/10.1038/s41586-018-0130-2
  37. Dijkstra K.K., Cattaneo C.M., Weeber F., Chalabi M., van de Haar J., Fanchi L.F., Slagter M., van der Velden D.L., Kaing S., Kelderman S., van Rooij N., van Leerdam M.E., Depla A., Smit E.F., Hartemink K.J., de Groot R., Wolkers M.C., Sachs N., Snaebjornsson P., Voest E.E. // Cell. 2018. V. 174. P. 1586– 1598.e12. https://doi.org/10.1016/j.cell.2018.07.009
  38. Sontheimer-Phelps A., Hassell B.A., Ingber D.E. // Nat. Rev. Cancer. 2019. V. 19. P. 65–81. https://doi.org/10.1038/s41568-018-0104-6
  39. Neal J.T., Li X., Zhu J., Giangarra V., Grzeskowiak C.L., Ju J., Liu I.H., Chiou S.H., Salahudeen A.A., Smith A.R., Deutsch B.C., Liao L., Zemek A.J., Zhao F., Karlsson K., Schultz L.M., Metzner T.J., Nadauld L.D., Tseng Y.Y., Kuo C.J. // Cell. 2018. V. 175. P. 1972– 1988.e16. https://doi.org/10.1016/j.cell.2018.11.021
  40. Natarajan V., Simoneau C.R., Erickson A.L., Meyers N.L., Baron J.L., Cooper S., McDevitt T.C., Ott M. // Open Biol. 2022. V. 12. P. 210320. https://doi.org/10.1098/rsob.210320

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025