Влияние 20-гидроксиэкдизона на функционирование изолированных митохондрий скелетных мышц мышей

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В работе исследовано влияние фитоэкдистероида 20-гидроксиэкдизона (20Е) на функционирование митохондрий скелетных мышц мышей. Показано, что 20Е в концентрации 100 мкМ и более подавляет дыхание митохондрий, энергизованных глутаматом и малатом (субстраты комплекса I дыхательной цепи) или сукцинатом (субстрат комплекса II дыхательной цепи). Такое действие 20Е сопровождается снижением мембранного потенциала органелл и связано с ингибированием активности комплекса III, а также суммарной активности комплексов I+III и II+III дыхательной цепи митохондрий. Нами отмечен прооксидантный эффект 20Е, который проявляется в увеличении продукции перекиси водорода митохондриями скелетных мышц. Кроме того, 20Е снижает способность митохондрий поглощать и аккумулировать ионы кальция в матриксе. В работе обсуждаются механизмы возможного токсического действия 20Е на функционирование митохондрий скелетных мышц.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. А. Семенова

Марийский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: sem_al.ru@mail.ru
Россия, Йошкар-Ола, Республика Марий Эл, 424000

А. Д. Игошкина

Марийский государственный университет

Email: sem_al.ru@mail.ru
Россия, Йошкар-Ола, Республика Марий Эл, 424000

Н. В. Микина

Марийский государственный университет

Email: sem_al.ru@mail.ru
Россия, Йошкар-Ола, Республика Марий Эл, 424000

Р. Г. Савченко

Институт нефтехимии и катализа УФИЦ РАН

Email: sem_al.ru@mail.ru
Россия, Уфа, 450075

Л. В. Парфенова

Институт нефтехимии и катализа УФИЦ РАН

Email: sem_al.ru@mail.ru
Россия, Уфа, 450075

М. В. Дубинин

Марийский государственный университет

Email: sem_al.ru@mail.ru
Россия, Йошкар-Ола, Республика Марий Эл, 424000

Список литературы

  1. Koolman J. 1989. Ecdysone: From chemistry of mode of action. Stuttgart: Thieme Verlag, 482 p.
  2. Toth N., Szabo A., Kacsala P., Heger J., Zador E. 2008. 20-Hydroxyecdysone increases fiber size in a muscle-specific fashion in rat. Phytomedicine. 15 (9), 691–698.
  3. Lafont R., Harmatha J., Marion-Poll F., Dinan L., Wilson I.D. 2002. The ecdysone handbook. 3rd ed. Prague: Cybersales.
  4. Savchenko R.G., Veskina N.A., Odinokov V.N., Benkovskaya G.V., Parfenova L.V. 2022. Ecdysteroids: Isolation, chemical transformations, and biological activity. Phytochem. Rev. 21, 1445–1486. doi: 10.1007/s11101-021-09792-y.
  5. Bathori M., Toth N., Hunyadi A., Marki A., Zador E. 2008. Phytoecdysteroids and anabolic–androgenic steroids – structure and effects on humans. Curr. Med. Chem. 15, 75–91.
  6. Slama K., Lafont R. 1995. Insect hormones – ecdysteroids: Their presence and actions in vertebrates. Eur. J. Entomol. 92, 355–377.
  7. Dinan L., Lafont R. 2006. Effects and applications of arthropod steroid hormones (ecdysteroids) in mammals. J. Endocrinol. 191 (1), 1–8. doi: 10.1677/joe.1.06900.
  8. Slama K., Koudela K., Tenora J., Mathova A. 1996. Insect hormones in vertebrates: Anabolic effects of 20-hydroxyecdysone in Japanese quails. Experientia. 52, 702–706.
  9. Stopka P., Stancl J., Slama K. 1999. Effect of insect hormone, 20-hydroxyecdysone on growth and reproduction in mice. Acta Soc. Zool. Bohemicae. 63, 367–378.
  10. Syrov V.N. 2000. Comparative experimental investigations of the anabolic activity of phytoecdysteroids and steranabols. Pharm. Chem. J. 34, 193–197.
  11. Kratky F., Opletal L., Hejhalek J., Kucharova S. 1997. Effect of 20-hydroxyecdysone on the protein synthesis of pigs. Zivocisna Vyroba. 42, 445–451.
  12. Shuvalov O., Kirdeeva Y., Fefilova E., Netsvetay S., Zorin M., Vlasova Y., Fedorova O., Daks A., Parfenyev S., Barlev N. 2023. 20-Hydroxyecdysone Confers antioxidant and antineoplastic properties in human non-small cell lung cancer cells. Metabolites. 13, 656. https://doi.org/10.3390/metabo13050656
  13. Romaniuk-Drapała A., Lisiak N., Toton E., Matysiak A., Nawrot J., Nowak G., Kaczmarek M., Rybczyńska M., Rubiś B. 2021. Proapoptotic and proautophagic activity of 20-hydroxyecdysone in breast cancer cells in vitro. Chem. Biol. Interact. 342, 109479. doi: 10.1016/j.cbi.2021.109479.
  14. Xia X., Zhang Q., Liu R., Wang Z., Tang N., Liu F., Huang G., Jiang X., Gui G., Wang L., Sun X. 2014. Effects of 20-hydroxyecdysone on improving memory deficits in streptozotocin-induced type 1 diabetes mellitus in rat. Eur. J. Pharmacol. 5, 740, 45–52. doi: 10.1016/j.ejphar.2014.06.026.
  15. Mallek A., Movassat J., Ameddah S., Liu J., Semiane N., Khalkhal A., Dahmani Y. 2018. Experimental diabetes induced by streptozotocin in the desert gerbil, Gerbillus gerbillus, and the effects of short-term 20-hydroxyecdysone administration. Biomed. Pharmacother. 102, 354–361. doi: 10.1016/j.biopha.2018.03.070.
  16. Baev A.Y., Charishnikova O.S., Khasanov F.A., Nebesnaya K.S., Makhmudov A.R., Rakhmedova M.T., Khushbaktova Z.A., Syrov V.N., Levitskaya Y.V. 2022. Ecdysterone prevents negative effect of acute immobilization stress on energy metabolism of rat liver mitochondria. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 219, 106066. doi: 10.1016/j.jsbmb.2022.106066.
  17. Parr M.K., Botre F., Nass A., Hengevoss J., Diel P., Wolber G. 2015. Ecdysteroids: A novel class of anabolic agents? Biol. Sport. 32, 169–173.
  18. Wang J., Green P.S., Simpkins J.W. 2001. Estradiol protects against ATP depletion, mitochondrial membrane potential decline and the generation of reactive oxygen species induced by 3-nitroproprionic acid in SK-N-SH human neuroblastoma cells. J. Neurochem. 77 (3), 804–811. doi: 10.1046/j.1471–4159.2001.00271.x.
  19. Nilsen J., Diaz Brinton R. 2003. Mechanism of estrogen-mediated neuroprotection: Regulation of mitochondrial calcium and Bcl-2 expression. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100 (5), 2842–2847. doi: 10.1073/pnas.0438041100.
  20. Burstein S.R., Kim H.J., Fels J.A., Qian L., Zhang S., Zhou P., Starkov A.A., Iadecola C., Manfredi G. 2018. Estrogen receptor beta modulates permeability transition in brain mitochondria. Biochim. Biophys. Acta. Bioenerg. 1859 (6), 423–433. doi: 10.1016/j.bbabio.2018.03.006.
  21. Dubinin M.V., Ilzorkina A.I., Salimova E.V., Landage M.S., Khoroshavina E.I., Gudkov S.V., Belosludtsev K.N., Parfenova L.V. 2023. Effect of fusidic acid and some nitrogen-containing derivatives on liposomal and mitochondrial membranes. Membranes (Basel). 13 (10), 835. doi: 10.3390/membranes13100835.
  22. Dubinin M.V., Nedopekina D.A., Ilzorkina A.I., Semenova A.A., Sharapov V.A., Davletshin E.V., Mikina N.V., Belsky Y.P., Spivak A.Y., Akatov V.S., Belosludtseva N.V., Liu J., Belosludtsev K.N. 2023. Conjugation of triterpenic acids of ursane and oleanane types with mitochondria-targeting cation F16 synergistically enhanced their cytotoxicity against tumor cells. Membranes (Basel). 13 (6), 563. doi: 10.3390/membranes13060563.
  23. Dubinin M.V., Semenova A.A., Ilzorkina A.I., Mikheeva I.B., Yashin V.A., Penkov N.V., Vydrina V.A., Ishmuratov G.Y., Sharapov V.A., Khoroshavina E.I., Gudkov S.V., Belosludtsev K.N. 2020. Effect of betulin and betulonic acid on isolated rat liver mitochondria and liposomes. Biochim. Biophys. Acta. Biomembr. 1862 (10), 183383. doi: 10.1016/j.bbamem.2020.183383.
  24. Dubinin M.V., Talanov E.Y., Tenkov K.S., Starinets V.S., Mikheeva I.B., Sharapov M.G., Belosludtsev K.N. 2020. Duchenne muscular dystrophy is associated with the inhibition of calcium uniport in mitochondria and an increased sensitivity of the organelles to the calcium-induced permeability transition. Biochim. Biophys. Acta. Mol. Basis Dis. 1866 (5), 165674. doi: 10.1016/j.bbadis.2020.165674.
  25. Dubinin M.V., Svinin A.O., Vedernikov A.A., Starinets V.S., Tenkov K.S., Belosludtsev K.N., Samartsev V.N. 2019. Effect of hypothermia on the functional activity of liver mitochondria of grass snake (Natrix natrix): Inhibition of succinate-fueled respiration and K⁺ transport, ROS-induced activation of mitochondrial permeability transition. J. Bioenerg. Biomembr. 51 (3), 219–229.
  26. Chance B., Williams G.R. 1955. Respiratory enzymes in oxidative phosphorylation. I. Kinetics of oxygen utilization. J. Biol. Chem. 217 (1), 383–393.
  27. Spinazzi M., Casarin A., Pertegato V., Salviati L., Angelini C. 2012. Assessment of mitochondrial respiratory chain enzymatic activities on tissues and cultured cells. Nat. Protoc. 7 (6), 1235–1246. https://doi.org/10.1038/nprot.2012.058.
  28. Dubinin M.V., Sharapov V.A., Ilzorkina A.I., Efimov S.V., Klochkov V.V., Gudkov S.V., Belosludtsev K.N. 2022. Comparison of structural properties of cyclosporin A and its analogue alisporivir and their effects on mitochondrial bioenergetics and membrane behavior. Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 864 (9), 183972.
  29. Dubinin M.V., Talanov E.Y., Tenkov K.S., Starinets V.S., Mikheeva I.B., Belosludtsev K.N. 2020. Transport of Ca²⁺ and Ca²⁺-dependent permeability transition in heart mitochondria in the early stages of Duchenne muscular dystrophy. Biochim. Biophys. Acta. Bioenergetics. 1861 (10), 148250.
  30. Lafont R., Dinan L. 2003. Practical uses for ecdysteroids in mammals including humans: An update. J. Insect. Sci. 3, 7. doi: 10.1093/jis/3.1.7.
  31. Андреев А.Ю., Кушнарева Ю.Е., Мерфи Э.Н., Старков А.А. 2015 Митохондриальный метаболизм активных форм кислорода: десять лет спустя (обзор). Биохимия. 80 (5), 612–630.
  32. Щулькин А.В., Якушева Е.Н., Давыдов В.В., Дармограй В.Н. 2012. Исследование прямой антиоксидантной активности фитоэкдистерона in vitro. Рос. мед.-биол. вестн. им. акад. И.П. Павлова. 1, 51–57.
  33. Kuzmenko А.I., Niki E., Noguchi Н. 2001. New functions of 20-hydroxyecdysone in lipid peroxidation. J. Oleo Sci. 50 (6), 497–506.
  34. Cai Y.J., Dai J.Q., Fang J.G., Ma L.P., Hou L.F., Yang L., Liu Z.L. 2002. Antioxidative and free radical scavenging effects of ecdysteroids from Serratula strangulata. Can. J. Physiol. Pharmacol. 80 (12), 1187–1194. doi: 10.1139/y02–152.
  35. Sahach V.F., Korkach Iu.P., Kotsiuruba A.V., Rudyk O.V., Vavilova H.L. 2008. Mitochondrial permeability transition pore opening inhibition by ecdysterone in heart mitochondria of aging rats. J. Phys. 54 (4), 3–10.
  36. Das N., Mishra S.K., Bishayee A., Ali E.S., Bis-hayee A. 2021. The phytochemical, biological, and medicinal attributes of phytoecdysteroids: An updated review. Acta. Pharm. Sin. B. 11 (7), 1740–1766. doi: 10.1016/j.apsb.2020.10.012.
  37. Li Y.B., Li X.R., Yang T., Wang J.X., Zhao X.F. 2016. The steroid hormone 20-hydroxyecdysone promotes switching from autophagy to apoptosis by increasing intracellular calcium levels. Insect. Biochem. Mol. Biol. 79, 73–86. doi: 10.1016/j.ibmb.2016.10.004.
  38. Дубинин М.В., Белослудцев К.Н. 2019. Таксономические особенности механизмов специфического транспорта Ca²⁺ в митохондриях. Биол. мембраны. 36 (4), 231–241. doi: 10.1134/S0233475519040030.
  39. Белослудцев К.Н., Дубинин М.В., Белослудцева Н.В., Миронова Г.Д. 2019. Транспорт ионов Ca²⁺ митохондриями: механизмы, молекулярные структуры и значение для клетки. Биохимия. 84 (6), 759–775.
  40. Rasola A., Bernardi P. 2011. Mitochondrial permeability transition in Ca²⁺-dependent apoptosis and necrosis. Cell Calcium. 50, 222–233.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Структурная формула 20Е

Скачать (71KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Влияние 20Е на мембранный потенциал митохондрий скелетных мышц мышей, энергизованных глутамат/малатом (а) или сукцинатом (б). Субстраты и реагенты: 2.5 мM малат калия, 2.5 мM глутамат калия (а), 5 мM янтарная кислота, 1 мкМ ротенон (б). На каждом из рисунков представлены данные типичного эксперимента, полученные на одном препарате митохондрий. В каждом случае аналогичные результаты были получены еще в двух независимых экспериментах.

Скачать (186KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Активность комплексов дыхательной цепи митохондрий в отсутствие и в присутствии различных концентраций 20-гидроксиэкдизона (значения в% активности по сравнению с контролем). Активность комплексов в отсутствие 20Е принята за 100%. Приведены средние значения ± стандартная ошибка среднего (n = 4). * p < 0.05 против контроля (отсутствие 20Е).

Скачать (253KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Скорость образования H₂O₂ митохондриями скелетных мышц мышей, энергизованными глутаматом/малатом (а) или сукцинатом (б) в присутствии различных концентраций 20Е. Приведены средние значения ± ошибка среднего (n = 4). * p < 0.05 (по сравнению с контролем).

Скачать (128KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Влияние 20Е на транспорт кальция в митохондриях скелетных мышц мышей. Поглощение добавок Ca²⁺ (пульсы по 20 мкМ) митохондриями скелетных мышц, энергизованными глутамат/малатом (а) и сукцинатом (б) в отсутствие (контроль) и в присутствии добавок. Кальциевая емкость митохондрий скелетных мышц мышей в отсутствие (контроль) и в присутствии различных концентраций 20Е, энергизованных глутамат/малатом (в) и сукцинатом (г). * p < 0.05 (по сравнению с контролем).

Скачать (336KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024